A szikes talajok szélsőséges vízháztartásuk, nagy sótartalmuk és alkalikus kémhatásuk miatt az élőlények alkalmazkodását alaposan próbára teszik. A talaj mikrobiális közösség katabolikus aktivitás mintázatát hasonlítottuk össze három szikes tó, a Böddi-szék, a Kelemen-szék és a Zab-szék (Felső-Kiskunsági szikes tavak) partközeli vegetációjának rizoszférájában az iszaptól a zsiókáson és a mézpázsiton keresztül a homoki legelőig. Feltételeztük, hogy a szikes jellegben és a növényzetben meglévő különbségek a mikrobiális közösségre is hatást gyakorolnak. Kezdeti eredményeink azt mutatták, hogy a szubsztrát hasznosítási mintázat alapján az egyes minták jól elkülönültek egymástól. Az alaprespiráció elsősorban a talaj humusztartalmával mutatott szoros összefüggést. A katabolikus aktivitás mintázatokat 5 szubsztrát alapján a gázkromatográfiás SIR méréssel a pH és EC, míg 15 szubsztrát alapján mikrorespirációval a pH és humusztartalom szignifikánsan befolyásolta, a növényzet közvetlen hatása kevésbé volt igazolható.
A szélsőséges talajtulajdonságokkal jellemezhető élőhelyeken, mint amilyenek a szikesek, a növények túlélésében az arbuszkuláris mikorhiza (AM) gombák fontos szerepet játszanak. Az AM gombák kolonizációjában jelentős különbség adódott két domináns növényfaj, a sziki őszirózsa és a sziki mézpázsit között, az előbbi jóval erőteljesebb kolonizációt mutatott. Ugyanazon növényfaj AM kolonizációja a három területen eltérő volt, ami nem magyarázható a talaj tulajdonságokkal.
A kutatást az OTKA (K 108572) támogatta.
Anderson, J. P. E. & Domsch, K. H. 1978. A physiological method for the quantitative measurement of microbial biomass in soils. Soil Biol. Biochem. 10. 215–221.
Azcon, R. & Ocampo, J.A. 1981. Factors affecting the vesicular arbuscular infection and mycorrhizal dependency of thirteen wheat cultivars. New Phytol 87. 677–685.
Bárány, Á., Szili-Kovács, T., Krett, G., Füzy, A., Márialigeti, K. & Borsodi, A.K. 2014. Metabolic activity and genetic diversity of microbial communities inhabiting the rhizosphere of halophyton plants. Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica 61. 347–361.
Borsodi, A.K., Vladár, P., Rusznyák, A., Szabó, G., Sipos, R. & Márialigeti, K. 2005. Tenyésztésen alapuló és tenyésztéstől független molekuláris biológiai vizsgálatok a Kiskunsági NP szikes tavainak baktériumközösségein. Hidrol Közl 85. 23–25.
Borsodi, A.K., Bárány, Á., Krett, G., Márialigeti, K. & Szili-Kovács, T. 2015. Diversity and ecological tolerance of bacteria isolated from the rhizosphere of halophyton plants living nearby kiskunság soda ponds, Hungary. Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica 62. 183–197.
Bölöni, J., Molnár, ZS. & Kun, A. 2011. Magyarország élőhelyei; Vegetációtípusok leírása és határozója – ÁNÉR 2011, MTA ÖBKI, Vácrátót.
Brundrett, M. C. 2009. Mycorrhizal associations and other means of nutrition of vascular plants: understanding the global diversity of host plants by resolving conflicting information and developing reliable means of diagnosis. Plant and Soil 320. 37–77.
Buzás I. (szerk.) (1988 ): Talaj- és agrokémiai vizsgálati módszerkönyv 2. Mezőgazdasági kiadó. Budapest
Buzás I. (szerk.) (1993 ): Talaj- és agrokémiai vizsgálati módszerkönyv 1. INDA 4231. Budapest
Carvalho, L. M., Correia, P. M., Caador, I. & Martins-Loucao, M. A. 2003. Effects of salinity and flooding on the infectivity of salt marsh arbuscular mycorrhizal fungi in Aster tripolium L. Biol Fertil Soils 38. 137–143.
Campbell, C.D., Chapman, S.J., Cameron, C.M., Davidson, M.S. & Potts, J.M. 2003. A rapid microtiter plate method to measure carbon dioxide evolved from carbon substrate amendments so as to determine the physiological profiles of soil microbial communities by using whole soil. Appl Environ Microbiol 69. 3593–3599.
Degens, B. P. & Harris, J. A. 1997. Development of physiological approach to measuring the catabolic diversity of soil microbial communities. Soil Biol. Biochem. 29. 1309–1320.
Füzy, A., Biró, B., Tóth, T., Hildebrandt, U. & Bothe, H. 2008. Drought, but not salinity, determines the apparent effectiveness of halophytes colonized by arbuscular mycorrhizal fungi. Journal of plant physiology, 165. 1181–1192.
Füzy, A., Biró, I., Kovács, R. & Takács, T. 2015: Estimation of AM fungal colonization – comparability and realiability of classical methods. Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica 62. 435–452.
Garland, J. L. & Mills, A. L. 1991. Classification and characterization of heterotrophic microbial communities on the basis of patterns of community-level sole-carbon source utilization. Appl. Environ. Microbiol. 57. 2351–2359.
Hattori, R., Matsumura, A., Yamawaki, K., Tarui, A. & Daimon, H. 2013. Effects of flooding on arbuscular mycorrhizal colonization and root-nodule formation in different roots of soybeans. Agricultural Sciences 4. 673–677
Hildebrandt, U., Janetta, K., Ouziad, F., Renne, B., Nawrath, K. & Bothe, H. 2001. Arbuscular mycorrhizal colonization of halophytes in Central European salt marshes. Mycorrhiza 10. 175–183.
Lalor, B.M., Cookson W.R. & Murphy, D.W. 2007. Comparison of two methods that assess soil community level physiological profiles in a forest ecosystem. Soil Biol. Biochem. 39. 454–462.
Landwehr, M., Hildebrandt, U., Wilde, P., Nawrath, K., Tóth, T., Biró, B. & Hermann, B. 2002. The arbuscular mycorrhizal fungus Glomus geosporum in European saline, sodic and gypsum soils. Mycorrhiza 12. 199–211.
Oksanen, J., Blanchet, F.G., Roeland, K., Legendre, P., Minchin, P.R., O’Hara, R.B., Simpson, G.L., Solymos, P., Stevens, M.H.H. & Wagner, H. 2014. vegan: Community ecology package. R package version 2.2-0. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria.
Phillips, J.M. & Hayman, D. S. 1970. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans. Brit. Mycol. Soc. 55. 157–160.
Rusznyák, A., Vladár, P., Szabó, G., Márialigeti, K. & Borsodi, A.K. 2008. Phylogenetic and metabolic bacterial diversity of Phragmites australis periphyton communities in two Hungarian soda ponds. Extremophiles 12. 763–773.
Szabó, G., Borsodi, A., Vladár, P., Cech, G., Tóth, E., Boros, E. & Márialigeti, K. 2004. A Kiskunsági Nemzeti Park szikes tavainak bakteriológiai vizsgálata. Hidrol Közl 84. 147–150.
Smith S.E. & Smith, F.A. 2011. Roles of arbuscular mycorrhizas in plant nutrition and growth: New paradigms from cellular to ecosystem scales. Annual Review of Plant Biology 62. 227–250.
Szili-Kovács, T. & Török, K. 2005. Szénforráskezelés hatása a talaj mikrobiális aktivitására és biomasszájára felhagyott homoki szántókon. Agrokémia és Talajtan 54. 149–162.
Tóth, T. & Szendrei, G. 2006: A hazai szikes talajok és a szikesedés, valamint a sófelhalmozódási folyamatok rövid jellemzése. Topographia Mineralogica Hung. 9. 7–20.
Trouvelot, A., Kough, J.L. & Gianinazzi-Pearson, V. 1986. Mesure du taux de mycorhization VA d’un système radiculaire. Recherches et methods d’estimation ayant une signification fonctionnelle. In: Gianinazzi-Pearson, V. & Gianinazzi, S. eds., Physiological and genetical aspects of mycorrhizae. INRA, Paris, 217–221.
van der Heijden, M.G.A., Klironomos, J.N., Ursic, M., Moutoglis, P., Streitwolfengel, R., Boller, T., Wiemken, A. & Sanders, I.R. 1998. Mycorrhizal fungal diversity determines plant biodiversity, ecosystem variability and productivity. Nature 396. 69–72.
Wakelin, S. A., Macdonald, L. M., Rogers, S. L., Gregg, A. L., Bolger, T. P. & Baldock, J. A. 2008. Habitat selective factors influencing the structural composition and functional capacity of microbial communities in agricultural soils. Soil Biol. Biochem. 40. 803–813.
West, A. W. & Sparling, G. P. 1986. Modifications to the substrate-induced respiration method to permit measurement of microbial biomass in soils of different water contents. J. Microbiol. Meth. 5. 177–189.
Zak, J. C., Willig, M.R., Moorhead, D.L. & Wildman, H.G. 1994. Functional diversity of microbial communities: a quantitative approach. Soil Biol. Biochem. 26. 1101–1108.