View More View Less
  • 1 Országos Epidemiológiai Központ, Budapest, Albert Flórián út 2–6., 1097
  • 2 Fejér Megyei Szent György Egyetemi Oktató Kórház, Székesfehérvár
  • 3 Szent Pantaleon Kórház, Dunaújváros
  • 4 Szent Pantaleon Kórház, Dunaújváros
  • 5 Egyesített Szent István és Szent László Kórház-Rendelőintézet, Budapest
Restricted access

Purchase article

USD  $25.00

1 year subscription (Individual Only)

USD  $1,070.00

Absztrakt:

Bevezetés: A nyugat-nílusi vírus Magyarországon is elterjedt, éves rendszerességgel humán megbetegedéseket okozó, szúnyogok által terjesztett virális zoonosis. Az akut infekciók laboratóriumi differenciáldiagnosztikája szerológiai vizsgálatokon alapul, de a molekuláris módszerek alkalmazhatósága is egyre inkább előtérbe kerül. Célkitűzés: Vizsgálatunk célja a 2015. évi akut fertőzöttek vér-, liquor- és vizeletmintáinak molekuláris vizsgálata volt, illetve a pozitív betegek nyomon követése annak megállapítása érdekében, hogy mennyi ideig detektálható a vírus. Módszer: Az akut fertőzött betegek mintáit indirekt immunfluoreszcens, hemagglutináció-gátlási, majd kétféle PCR-módszerrel vizsgáltuk. A pozitív mintákból a vírustörzseket Sanger-szekvenálással azonosítottuk és vírusizolálást végeztünk. Eredmények: Öt páciens esetén nyílt lehetőség a nyomon követést elvégezni, ennek során a betegek vizeletéből hosszú ideig (a tünetek megjelenésétől számítva akár hetekig) és összehasonlítva más mintatípusokkal, magasabb koncentrációban volt kimutatható a vírus. Következtetések: Akut fertőzések fennállásakor a vizeletminták PCR-vizsgálata járványügyi és diagnosztikai szempontból is hasznos információt szolgáltathat, ezért vizeletminták beküldésével javasoljuk kiegészíteni a szerológiai diagnosztikát. Orv Hetil. 2017; 158(20): 791–796.

  • 1

    Barzon, L., Pacenti, M., Ulbert, S., et al.: Latest developments and challenges in the diagnosis of human West Nile virus infection. Expert Rev. Anti Infect. Ther., 2015, 13, 327–342.

  • 2

    Kutasi, O., Bakonyi, T., Lecollinet, S., et al.: Equine encephalomyelitis outbreak caused by a genetic lineage 2 West Nile virus in Hungary. J. Vet. Intern. Med., 2011, 25, 586–591.

  • 3

    Nagy, A., Bán, E., Nagy, O., et al.: Detection and sequencing of West Nile virus RNA from human urine and serum samples during the 2014 seasonal period. Arch. Virol., 2016, 161, 1797–1806.

  • 4

    Erdélyi, K., Ursu, K., Ferenczi, E., et al.: Clinical and pathologic features of lineage 2 West Nile virus infections in birds of prey in Hungary. Vector Borne Zoonotic Dis., 2006, 7, 181–188.

  • 5

    Bakonyi, T., Hubálek, Z., Rudolf, I., et al.: Novel Flavivirus or new lineage of West Nile virus, Central Europe. Emerg. Infect. Dis., 2005, 11, 225–231.

  • 6

    Bakonyi, T., Ivanics, É., Erdélyi, K., et al.: Lineage 1 and lineage 2 strains of encephalitic West Nile virus, Central Europe. Emerg. Infect. Dis., 2006, 12, 618–623.

  • 7

    Pachler, K., Lebl, K., Berer, D., et al.: Putative new West Nile virus lineage in Uranotaenia unguiculata mosquitoes, Austria, 2013. Emerg. Infect. Dis., 2014, 20, 2119–2122.

  • 8

    Kemenesi, G., Dallos, B., Oldal, M., et al.: Putative novel lineage of West Nile virus in Uranotaenia unguiculata mosquito, Hungary. Virus Dis., 2014, 25, 500–503.

  • 9

    Sambri, V., Capobianchi, M., Charrel, R., et al.: West Nile virus in Europe: emergence, epidemiology, diagnosis, treatment, and prevention. Clin. Microbiol. Infect., 2013, 19, 699–704.

  • 10

    Sampathkumar, P.: West Nile virus: Epidemiology, clinical presentation, diagnostic, and prevention. Mayo Clin. Proc., 2013, 78, 1137–1144.

  • 11

    Szomor, K. N., Rigó, Z., Bán, E., et al.: Serologic evidence of West Nile virus infection in patients with exanthema in Hungary. Acta Microbiol. Immunol. Hung., 2011, 58, 157–167.

  • 12

    Hayes, E. B., Sejvar, J. J., Zaki, S. R., et al.: Virology, pathology, and clinical manifestations of West Nile virus disease. Emerg. Infect. Dis., 2005, 11, 1174–1179.

  • 13

    Papa, A., Testa, T., Papadopoulou, E., et al.: Detection of West Nile virus 2 in the urine of acute human infection. J. Med. Virol., 2014, 86, 2142–2145.

  • 14

    Barzon, L., Pacenti, M., Franchin, E., et al.: Excretion of West Nile virus in urine during acute infection. J. Infect. Dis., 2013, 208, 1086–1092.

  • 15

    Murray, K., Walker, C., Herrington, E., et al.: Persistent infection with West Nile virus years after initial infection. J. Infect. Dis., 2010, 201, 2–4.

  • 16

    Tonry, J. H., Brown, C. B., Cropp, C. B., et al.: West Nile virus detection in urine. Emerg. Infect. Dis., 2005, 11, 1294–1296.

  • 17

    Barzon, L., Pacenti, M., Franchin, E., et al.: Isolation of West Nile virus from urine samples of patients with acute infection. J. Clin. Microbiol., 2014, 52, 3411–3413.

  • 18

    European Commission Implementing Decision, Brussels, 8.8.2012 C(2012) 5538. http://www.fhi.no/dokumenter/23cf9ecb6a.pdf [assessed November 10, 2015].

  • 19

    Linke, S., Ellerbrok, H., Niedrig, M., et al.: Detection of West Nile virus lineages 1 and 2 by real-time PCR. J. Virol. Methods, 2007, 146, 355–358.

  • 20

    Papa, A., Bakonyi, T., Xanthopoulou, K., et al.: Genetic characterization of West Nile virus lineage 2, Greece, 2010. Emerg. Infect. Dis., 2011, 17, 920–922.

  • 21

    Chaskopoulou, A., Dovas, C. I. Chaintoutis, S. C., et al.: Evidence of enzootic circulation of West Nile virus (Nea Santa-Greece-2010, lineage 2), Greece, May to July 2011. Euro Surveill., 2011, 16(31), pii=19933. Available from: http://www.eurosurveillance.org/ViewArticle.aspx?ArticleId=19933

  • 22

    Rios, M., Daniel, S., Chancey, C., et al.: West Nile virus adheres to human red blood cells in whole blood. Clin. Infect. Dis., 2007, 45(2), 181–186.

  • 23

    Lustig, Y., Mannesse, B., Koren, R., et al.: Superiority of West Nile virus RNA detection in whole blood for diagnosis of acute infection. J. Clin. Microbiol., 2016, 54, 2294–2297.