View More View Less
  • 1 Semmelweis Egyetem, Általános Orvostudományi Kar, Budapest, Tűzoltó u. 58., 1094
  • 2 Gottsegen György Országos Kardiológiai Intézet, Budapest

Absztrakt:

A thymus klasszikus hisztológiai tulajdonságai: a kéreg- és velőállomány, a Hassall-testek és a mirigyekre jellemző lebenyezettség. Az anti-páncitokeratin festése azt mutatja, hogy a kérgi és velőhámsejtek keratinmintázata különböző. A velőállomány további kompartmentekre különül: keratinpozitív hálózatra és keratinnegatív területre. A keratinpozitív hálózat összeköttetésben áll a kérgi hámreticulummal, míg a keratinnegatív terület folyamatos a septumok kötőszöveti állományával. A keratinnegatív területnek, a toknak és a septumnak a támasztószövete reticularis kötőszövet. A kéregállományt a tok és a septumok reticularis kötőszövetétől folyamatos bazális membrán választja el, de a keratinnegatív területek és a keratinpozitív hálózat határánál a bazális membrán szakadozottá válik. Ez az immunhisztokémiai lelet az első, amely magyarázhatja, hogy miért nincs a velőállományában vér-thymus barrier. A keratinnegatív terület és a septumok támasztószövetének azonossága azt sugallja, hogy a sövények és a keratinnegatív területek azonos eredetűek. A thymus tokja és sövényei a cranialis ganglionlécből származnak, ezért feltételezzük, hogy a keratinnegatív terület is ganglionléc-eredetű. A velőállomány vérerei a keratinnegatív területben helyezkednek el, ezért minden, a thymusból kilépő vagy abba belépő, immunológiailag kompetens sejtnek keresztül kell mennie a keratinnegatív területen. Ez azt sugallja, hogy a keratinnegatív terület a thymus tranzitzónája. A hematoxilin-eozin festés alapján megjelenő kéreg-velő határt nem reprezentálja sejtes háttér, de a keratinpozitív hálózat és a keratinnegatív terület között húzódó határt sejtes összetétele határozza meg (epithelium-mesenchyma). Feltételezzük, hogy a keratinnegatív terület és a keratinpozitív hálózat között lévő határ a thymus valódi szövettani és funkcionális határa. Orv Hetil. 2019; 160(5): 163–171.

If the inline PDF is not rendering correctly, you can download the PDF file here.

  • 1

    Varga I, Uhrinova A, Toth F, et al. Assessment of the thymic morphometry using ultrasound in full-term newborns. Surg Radiol Anat. 2011; 33: 689–695.

  • 2

    Hewson W. Experimental enquiries: part the third. T. Longman, London, 1777.

  • 3

    Beard J. The true function of the thymus. Lancet 1899; 153: 144–146.

  • 4

    Glick B. Experimental modification of the growth of the bursa of Fabricius. Poultry Sci. 1957; 36: 18–23.

  • 5

    Miller DG, Lizardo JG, Snyderman RK. Homologous and heterologous skin transplantation in patients with lymphomatous disease. J Natl Cancer Inst. 1961; 26: 569–583.

  • 6

    Steinman RM, Cohn ZA. Identification of a novel cell type in peripheral lymphoid organs of mice. II. Functional properties in vitro. J Exp Med. 1974; 139: 380–397.

  • 7

    Csaba G. The immunoendocrine thymus as a pacemaker of lifespan. Acta Microbiol Immunol Hung. 2016; 63: 139–158.

  • 8

    Alves NL, Takahama Y, Ohigashi I, et al. Serial progression of cortical and medullary thymic epithelial microenvironments. Eur J Immunol. 2014; 44: 16–22.

  • 9

    Alexandropoulos K, Danzl NM. Thymic epithelial cells: antigen presenting cells that regulate T cell repertoire and tolerance development. Immunol Res. 2012; 54: 177–190.

  • 10

    Muñoz JJ, Cejalvo T, Tobajas E, et al. 3D immunofluorescence analysis of early thymic morphogenesis and medulla development. Histol Histopathol. 2015; 30: 589–599.

  • 11

    Varga I, Pospisilova V, Jablonska-Mestanova V, et al. The thymus: picture review of human thymus prenatal development. Bratisl Lek Listy 2011; 112: 368–376.

  • 12

    Manley NR, Blackburn CC. A developmental look at thymus organogenesis: where do the non-hematopoietic cells in the thymus come from? Curr Opin Immunol. 2003; 15: 225–232.

  • 13

    Nowell CS, Farley AM, Blackburn CC. Thymus organogenesis and development of the thymic stroma. Methods Mol Biol. 2007; 380: 125–162.

  • 14

    Boehm T. Thymus development and function. Curr Opin Immunol. 2008; 20: 178–184.

  • 15

    Gordon J, Manley NR. Mechanisms of thymus organogenesis and morphogenesis. Development 2011; 138: 3865–3878.

  • 16

    Varga I, Pospisilova V, Gmitterova K, et al. The phylogenesis and ontogenesis of the human pharyngeal region focused on the thymus, parathyroid, and thyroid glands. Neuro Endocrinol Lett. 2008; 29: 837–845.

  • 17

    Moore MA. Commentary: the role of cell migration in the ontogeny of the lymphoid system. Stem Cells Dev. 2004; 13: 1–21.

  • 18

    Burn SF, Boot MJ, de Angelis C, et al. The dynamics of spleen morphogenesis. Dev Biol. 2008; 318: 303–311.

  • 19

    Foster K, Sheridan J, Veiga-Fernandes H, et al. Contribution of neural crest-derived cells in the embryonic and adult thymus. J Immunol. 2008; 180: 3183–3189.

  • 20

    Müller SM, Stolt CC, Terszowski G, et al. Neural crest origin of perivascular mesenchyme in the adult thymus. J Immunol. 2008; 180: 5344–5351.

  • 21

    Bockman DE, Kirby ML. Dependence of thymus development on derivatives of the neural crest. Science 1984; 223: 498–500.

  • 22

    Bockman DE, Kirby ML. Neural crest interactions in the development of the immune system. J Immunol. 1985; 135: 766s–768s.

  • 23

    Bockman DE, Kirby ML. Neural crest function in thymus development. Immunol Ser. 1989; 45: 451–467.

  • 24

    Jiang X, Rowitch DH, Soriano P, et al. Fate of the mammalian cardiac neural crest. Development 2000; 127: 1607–1616.

  • 25

    Hutson MR, Kirby ML. Model systems for the study of heart development and disease. Cardiac neural crest and conotruncal malformations. Semin Cell Dev Biol. 2007; 18: 101–110.

  • 26

    Wilson DI, Burn J, Scambler P, et al. DiGeorge syndrome: part of CATCH 22. J Med Genet. 1993; 30: 852–856.

  • 27

    Jerome LA, Papaioannou VE. DiGeorge syndrome phenotype in mice mutant for the T-box gene, Tbx1. Nat Genet. 2001; 27: 286–291.

  • 28

    Liu D, Ellis H. The mystery of the thymus gland. Clin Anat. 2016; 29: 679–684.

  • 29

    Neves H, Dupin E, Parreira L, et al. Modulation of Bmp4 signalling in the epithelial–mesenchymal interactions that take place in early thymus and parathyroid development in avian embryos. Dev Biol. 2012; 361: 208–219.

  • 30

    Darnell DK, Zhang LS, Hannenhalli S, et al. Developmental expression of chicken FOXN1 and putative target genes during feather development. Int J Dev Biol. 2014; 58: 57–64.

  • 31

    Mori K, Itoi M, Tsukamoto N, et al. Foxn1 is essential for vascularization of the murine thymus anlage. Cell Immunol. 2010; 260: 66–69.

  • 32

    Bryson JL, Griffith AV, Hughes B 3rd, et al. Cell-autonomous defects in thymic epithelial cells disrupt endothelial-perivascular cell interactions in the mouse thymus. PLoS ONE 2013; 8: e65196.

  • 33

    Bódi I, Minkó K, Molnár D, et al. A novel aspect of the structure of the avian thymic medulla. Cell Tissue Res. 2015; 359: 489–501.

  • 34

    Katakai T, Suto H, Sugai M, et al. Organizer-like reticular stromal cell layer common to adult secondary lymphoid organs. J Immunol. 2008; 181: 6189–6200.

  • 35

    Steiniger BS. Human spleen microanatomy: why mice do not suffice. Immunology 2015; 145: 334–346.

  • 36

    Itoi M, Tsukamoto N, Yoshida H, et al. Mesenchymal cells are required for functional development of thymic epithelial cells. Int Immunol. 2007; 19: 953–964.

  • 37

    Jenkinson WE, Jenkinson EJ, Anderson G. Differential requirement for mesenchyme in the proliferation and maturation of thymic epithelial progenitors. J Exp Med. 2003; 198: 325–332.

  • 38

    Jenkinson WE, Rossi SW, Parnell SM, et al. PDGFRα-expressing mesenchyme regulates thymus growth and the availability of intrathymic niches. Blood 2007; 109: 954–960.

  • 39

    Morrison-Graham K, Schatteman GC, Bork T, et al. A PDGF receptor mutation in the mouse (Patch) perturbs the development of a non-neuronal subset of neural crest-derived cells. Development 1992; 115: 133–142.

  • 40

    Klug DB, Carter C, Gimenez-Conti IB, et al. Cutting edge: thymocyte-independent and thymocyte-dependent phases of epithelial patterning in the fetal thymus. J Immunol. 2002; 169: 2842–2845.

  • 41

    Rossi SW, Chidgey AP, Parnell SM, et al. Redefining epithelial progenitor potential in the developing thymus. Eur J Immunol. 2007; 37: 2411–2418.

  • 42

    Cordier AC, Haumont SM. Development of thymus, parathyroids, and ultimo-branchial bodies in NMRI and nude mice. Am J Anat. 1980; 157: 227–263.

  • 43

    Cordier AC, Heremans JF. Nude mouse embryo: ectodermal nature of the primordial thymic defect. Scand J Immunol. 1975; 4: 193–196.

  • 44

    Bleul CC, Corbeaux T, Reuter A, et al. Formation of a functional thymus initiated by a postnatal epithelial progenitor cell. Nature 2006; 441: 992–996.

  • 45

    Varga I, Pospisilova V, Jablonska V, et al. Thymic Hassalls’s bodies of children with congenital heart defects. Bratisl Lek Listy 2010; 111: 552–557.

  • 46

    Bódi I, Kocsis K, Benyeda Z, et al. Dual secretion locations on type II cells in the avian lung suggest local as well as general roles of surfactant. J Morphol. 2016; 277: 1062–1071.

  • 47

    Dooley J, Erickson M, Farr AG. An organized medullary epithelial structure in the normal thymus expresses molecules of respiratory epithelium and resembles the epithelial thymic rudiment of nude mice. J Immunol. 2005; 175: 4331–4337.

  • 48

    Savino W, Mendes-da-Cruz DA, Silva JS, et al. Intrathymic T-cell migration: a combinatorial interplay of extracellular matrix and chemokines? Trends Immunol. 2002; 23: 305–313.

  • 49

    Romano R, Palamaro L, Fusco A, et al. From murine to human nude/SCID: the thymus, T-cell development and the missing link. Clin Dev Immunol. 2012; 2012: 467101.