View More View Less
  • 1 Általános Orvostudományi Kar, Fül-Orr-Gégészeti és Fej-Nyaksebészeti Klinika, Szegedi Tudományegyetem, Szeged, Tisza Lajos krt. 111., 6725
  • 2 Általános Orvostudományi Kar, Klinikai Mikrobiológiai Diagnosztikai Intézet, Szegedi Tudományegyetem, Szeged
Open access

Összefoglaló. Bevezetés és célkitűzés: A peritonsillaris tályog a leggyakoribb mély nyaki infekció. Olyan fül-orr-gégészeti kórkép, amely megfelelő kezelés nélkül életveszélyes szövődményekkel járhat. Döntő jelentőségű az empirikus antibiotikumválasztás, melyhez ismerni kell a leggyakoribb kórokozókat és a várható rezisztenciát. Módszerek: A 2012 és 2017 között peritonsillaris tályog miatt kezelt esetek retrospektív feldolgozását végeztük. Összesítettük a sebészi beavatkozás során vett minták aerob és anaerob irányú tenyésztési eredményeit, valamint az empirikusan választott antibiotikumokat. A rutinszerű mikrobiológiai tenyésztés alapján meghatároztuk a leggyakoribb kórokozókat. Az adatokat nemzetközi felmérések eredményeivel hasonlítottuk össze. Eredmények: A vizsgált 6 év során 217 esetben kezeltünk peritonsillaris tályogos beteget. A tenyésztési eredményeket csak 146 esetben tudtuk elemezni. Ebből 47 esetben került sor Fusobacterium species (ebből 25 esetben Fusobacterium necrophorum), 31 esetben Actinomyces species és 29 esetben Streptococcus pyogenes izolálására. Az esetek kétharmadában vegyes aerob/anaerob baktériumflórát izolált a laboratórium. Következtetés: A tályogok kezelésében önmagában a sebészi beavatkozás – az anaerob környezet megszüntetésével – jelentős klinikai javulást eredményez. A jól választott antibiotikum meggyorsíthatja a lefolyást, és csökkentheti az esetleges szövődményeket. Nagy jelentősége van a megfelelő mikrobiológiai mintavételnek, nem vagy nehezen gyógyuló esetekben ez teremtheti meg a célzott antibiotikumterápiára történő váltás lehetőségét. Felmérésünk alapján a peritonsillaris tályogok jelentős részét vegyes baktériumflóra okozza, így a szájüregi anaerob baktériumokra is ható amoxicillin–klavulánsav vagy antibiotikum kombinációjának (2. vagy 3. generációs cefalosporinok kombinálva klindamicinnel vagy metronidazollal) alkalmazása javasolt mint empirikus antibiotikumterápia. Orv Hetil. 2020; 161(44): 1877–1883.

Summary. Introduction and objective: Peritonsillar abscess is the most common deep neck infection. Without adequate treatment, this otolaryngological disease pattern can cause life-threatening complications. The empirical choice of antibiotics is crucial which requires knowledge of the most common pathogens and the potential resistance. Methods: A retrospective analysis of cases treated for peritonsillar abscess was performed between 2012 and 2017. We summarized the aerobic and anaerobic culture results of the surgical samples and the empirically selected antibiotics. The most common pathogens were determined via routine microbiological culture tests. We compared our data with the results of international studies. Results: During the 6-year study at our Clinic, 217 patients with peritonsillar abscess were treated. The microbiological tests were available for analysis in only 146 cases. In 47 cases, Fusobacterium species (including 25 cases with Fusobacterium necrophorum), in 31 cases Actinomyces species and in 29 cases Streptococcus pyogenes were isolated. In 2/3 of the patients, polymicrobial infection was detected. Conclusion: In the treatment of peritonsillar abscesses, surgical intervention can result in clinical improvement because of the elimination of the anaerobic milieu. A well-chosen antibiotic can accelerate the healing process and reduce the complication rate. Proper microbiological sampling is of great importance, and in cases of non-recovery or poor recovery, this may create the opportunity to switch for targeted antibiotic therapy. The results of this study show that polymicrobial flora is very important for the development of the peritonsillar abscess, thus the recommended antibiotic therapy is amoxicillin–clavulanic acid or 2nd/3rd generation cefalosporin combined with metronidazol or clindamycin. Orv Hetil. 2020; 161(44): 1877–1883.

If the inline PDF is not rendering correctly, you can download the PDF file here.

  • 1

    Lepelletier D, Pinaud V, Le Conte P, et al. Peritonsillar abscess (PTA): clinical characteristics, microbiology, drug exposures and outcomes of a large multicenter cohort survey of 412 patients hospitalized in 13 French university hospitals. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2016; 35: 867–873.

  • 2

    Herzon FS. Peritonsillar abscess: incidence, current management practices, and a proposal for treatment guidelines. Laryngoscope 1995; 105 (Suppl 3): 1–17.

  • 3

    Klug TE, Rusan M, Fuursted K, et al. Fusobacterium necrophorum: most prevalent pathogen in peritonsillar abscess in Denmark. Clin Infect Dis. 2009; 49: 1467–1472.

  • 4

    Buckley J, Harris AS, Addams-Williams J. Ten years of deep neck space abscesses. J Laryngol Otol. 2019; 133: 324–328.

  • 5

    Carroll KC, Pfaller MA, Landry ML, et al. Manual of clinical microbiology, 2 Volume Set. 12th Edition. ASM Press, Washington, DC, 2019.

  • 6

    Jousimies-Somer HR, Summanen P, Citron DM, et al. Wadsworth Anaerobic Bacteriology Manual (6th edn). Star Publishing Company, Belmont, CA, 2002.

  • 7

    Nagy E, Boyanova L, Justesen US. How to isolate, identify and determine antimicrobial susceptibility of anaerobic bacteria in routine laboratories. Clin Microbiol Infect. 2018; 24: 1139–1148.

  • 8

    Patel R. Matrix-assisted laser desorption ionization–time of flight mass spectrometry in clinical microbiology. Clin Infect Dis. 2013; 57: 564–572.

  • 9

    Nagy E, Maier T, Urban E, et al. Species identification of clinical isolates of Bacteroides by matrix-assisted laser-desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry. Clin Microbiol Infect. 2009; 15: 796–802.

  • 10

    Kostrzewa M, Nagy E, Schröttner P, et al. How MALDI–TOF mass spectrometry can aid the diagnosis of hard-to-identify pathogenic bacteria – the rare and the unknown. Expert Rev Mol Diagn. 2019; 19: 667–682.

  • 11

    The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing. Breakpoint tables for interpretation of MICs and zone diameters. Version 7.1, 2017. Available from: http://www.euc.ast.org [accessed: April 10, 2020].

  • 12

    Nagy E, Urbán E, Nord CE. Antimicrobial susceptibility of Bacteroides fragilis group isolates in Europe: 20 years of experience. Clin Microbiol Infect. 2011; 17: 371–379.

  • 13

    Jensen A, Hansen TM, Bank S, et al. Fusobacterium necrophorum tonsillitis: an important cause of tonsillitis in adolescents and young adults. Clin Microbiol Infect. 2015; 21: 266.e1.–266.e3.

  • 14

    Holm K, Bank S, Nielsen H, et al. The role of Fusobacterium necrophorum in pharyngotonsillitis – a review. Anaerobe 2016; 42: 89–97.

  • 15

    Galioto NJ. Peritonsillar abscess. Am Fam Physician 2017; 95: 501–506.

  • 16

    Fekete Sz, Szabó D, Tamás L, et al. The role of the microbiome in otorhinolaryngology. [A mikrobiom szerepe a fül-orr-gégészetben.] Orv Hetil. 2019; 160: 1533–1541. [Hungarian]

  • 17

    Gavriel H, Lazarovitch T, Pomortsev A, et al. Variations in the microbiology of peritonsillar abscess. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2009; 28: 27–31.

  • 18

    Ali SA, Kovatch KJ, Smith J, et al. Implication of Fusobacterium necrophorum in recurrence of peritonsillar abscess. Laryngoscope 2019; 129: 1567–1571.

  • 19

    Yusuf E, Wybo I, Piérard D. Case series of patients with Fusobacterium nucleatum bacteremia with emphasis on the presence of cancer. Anaerobe 2016; 39: 1–3.

  • 20

    Kutluhan A, Salviz M, Yalçiner G, et al. The role of the actinomyces in obstructive tonsillar hypertrophy and recurrent tonsillitis in pediatric population. Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 2011; 75: 391–394.

  • 21

    Daneshmandan N. Prevalence of tonsillar actinomycosis in tonsillectomy specimens. Clinical importance and management. J Pediatr Res. 2019; 6: 135–140.

  • 22

    Albertz N, Nazar G. Peritonsillar abscess: treatment with immediate tonsillectomy – 10 years of experience. Acta Otolaryngol. 2012; 132: 1102–1107.

  • 23

    Laub K, Tóthpál A, Kovács E, et al. High prevalence of Staphylococcus aureus nasal carriage among children in Szolnok, Hungary. Acta Microbiol Immunol Hung. 2018; 65: 59–72.

  • 24

    Hesari MR, Salehzadeh A, Darsanaki RK. Prevalence and molecular typing of methicillin-resistant Staphylococcus aureus carrying Panton–Valentine leukocidin gene. Acta Microbiol Immunol Hung. 2018; 65: 93–106.

  • 25

    Šmitran A, Vuković D, Opavski N, et al. Influence of subinhibitory antibiotic concentration on Streptococcus pyogenes adherence and biofilm production. Acta Microbiol Immunol Hung. 2018; 65: 229–240.

  • 26

    Khoshnood S, Shahi F, Jomehzadeh N, et al. Distribution of genes encoding resistance to macrolides, lincosamides, and streptogramins among methicillin-resistant Staphylococcus aureus strains isolated from burn patients. Acta Microbiol Immunol Hung. 2019; 66: 387–398.

  • 27

    Manilal A, Shewangizaw M, Mama M, et al. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus colonization in HIV patients of Arba Minch province, Ethiopia: carriage rates, antibiotic resistance, and biofilm formation. Acta Microbiol Immunol Hung. 2019; 66: 469–483.