Bevezetés: A sebekben jelen lévő kórokozók különböző sebességgel növekednek, kölcsönhatásba léphetnek egymással, hogy elősegítsék a szaporodásukat, és biofilmképző tulajdonságaik révén kolóniákat képeznek, gátolva az antibiotikumok hatékonyságát és a sebgyógyulást. A negatív nyomású sebkezelés csökkenti a seb baktériumterhelését. Célkitűzés: Tanulmányunk célja volt, hogy felmérjük a pálcika- és szivacsmintás tenyésztések közötti esetleges eltéréseket a fertőzött sebek negatív nyomású kezelése során, továbbá hogy megvizsgáljuk, különbségek esetén a szivacstenyészetből kimutatott további kórokozók milyen mértékben befolyásolhatják a sebgyógyulást és a sebkezelést. Módszer: 2018. január 1. és 2021. december 31. között összesen 147 beteg (88 férfi és 59 nő) adatait dolgoztuk fel. A retrospektív vizsgálatban 77 traumatológiai-ortopédiai, 49 általános sebészeti és 21 érsebészeti beteg adatainak elemzése történt. Eredmények: A pálcás és a szivacsmintás tenyésztések alapján traumatológiai-ortopédiai betegeknél 39%-ban, sebészeti esetekben 53,1%-ban, érsebészeti beavatkozásoknál 66,7%-ban mutatkozott eltérés. Figyelembe véve a tenyésztési eltéréseket, a sebzárás vagy a bőrrel való implantáció lehetősége a traumatológiai-ortopédiai betegeknél 85,6%, sebészeti esetekben 62,5%, érsebészeti beavatkozásoknál csupán 33,3% volt. A többi esetben nyitott sebkezelés történt. Megbeszélés: A csak a bőrflórára jellemző baktériumok okozta fertőzés esetén a seb jobban gyógyult, mint a polimikrobás flóránál. A legrosszabb gyógyhajlamot a multirezisztens kórokozók idézték elő. A polimikrobás és multirezisztens kórokozókat is tartalmazó sebek esetében a nyitott sebkezelés jobbnak bizonyult. A Gram-negatív, főleg biofilmképző patogén kórokozók hátráltatták a bőr megtapadását, vagy elősegítették annak lelökődését. A tenyésztések pozitivitása ellenére jó sebgyógyulást és magas sebzáródási arányt értünk el a negatív nyomású terápiával, a seb keletkezési típusától függetlenül. Következtetés: A negatív nyomású kezelés során a szivacsmintás tenyésztések többletinformációt hordozhatnak a pálcás mintavételhez képest. A szivacsból kitenyésztett, döntően Gram-negatív kórokozók módosíthatják a kezelés során az antibiotikumválasztást és a sebkezelést. Orv Hetilap. 2024; 165(2): 59–68.
Introduction: The pathogens in wounds grow at different rates, can interact with each other to promote their multiplication, and their biofilm-forming properties can form colonies that inhibit the effectiveness of antibiotics and wound healing. Negative pressure treatment reduces the bacterial load on the wound. Objective: In this study, we aimed to assess possible differences between stick and sponge specimen cultures during negative pressure treatment of infected wounds, furthermore, in the case of differences, to investigate the extent to which additional pathogens detected from sponge culture may affect wound healing and wound treatment. Method: Between January 1, 2018 and December 31, 2021, we processed data from 147 patients (88 men and 59 women). In this retrospective study, data from 77 trauma-orthopaedic, 49 general surgery and 21 vascular surgery patients were analysed. Results: Based on stick and sponge cultures, 39% of trauma-orthopaedic patients, 53.1% of surgical cases and 66.7% of vascular surgical cases showed a discrepancy. Considering the differences in culture, the possibility of wound closure or skin implantation was 85.6% in trauma-orthopaedic patients, 62.5% in surgical cases and only 33.3% in vascular surgery cases. Discussion: Wound healing was better in the case of bacterial infection caused by skin flora only than in the case of polymeric flora. The worst healing was caused by multidrug-resistant pathogens. For wounds with both polymicrobial and multidrug-resistant pathogens, open wound management was better. Gram-negative pathogens, mainly biofilm-forming pathogens, impeded skin adherence or promoted skin sloughing. Despite the positivity of the cultures, good wound healing and high wound closure rates were achieved with negative pressure therapy, regardless of the type of wound formation. Conclusion: Sponge sample cultures may provide additional information compared to stick sampling in negative pressure therapy. The predominantly Gram-negative pathogens cultured from sponges may modify antibiotic choice and wound management during treatment. Orv Hetil. 2024; 165(2): 59–68.
Robson MC. Wound infection. A failure of wound healing caused by an imbalance of bacteria. Surg Clin North Am. 1997; 77: 637–650.
Daróczy J. Practical wound care. [Daróczy J. Gyakorlati sebkezelés.] Medicina Könyvkiadó, Budapest, 2021. [Hungarian]
Coenye T, Goeres D, Van Bambeke F, et al. Should standardized susceptibility testing for microbial biofilms be introduced in clinical practice? Clin Microbiol Infect. 2018; 24: 570–572.
Malone M, Bjarnsholt T, McBain A, et al. The prevalence of biofilms in chronic wounds: a systematic review and meta-analysis of published data. J Wound Care 2017; 26: 20–25.
Schultz G, Bjarnsholt T, James GA, et al. Consensus guidelines for the identification and treatment of biofilms in chronic nonhealing wounds. Wound Repair Regen. 2017; 25: 744–757.
Bjarnsholt T, Edwards-Jones V, Malone M. Biofilm and infection recognition and management in the context of antimicrobial stewardship. Position document. World Union Wound Healing Societies, London, 2020, 4–19.
Dunwoody G, Acton C. The use of medical grade honey in clinical practice. Br J Nurs. 2008; 17: S38–S44.
Rahim K, Saleha S, Zhu X, et al. Bacterial contribution in chronicity of wounds. Microb Ecol. 2017; 73: 710–721.
American Association of Textile Chemists and Colorists. TM100-TM 100 test method for antibacterial finishes on textile materials: assess. AATCC, Research Triangle Park, NC, 2019. Available from: https://members.aatcc.org/store/tm100/513 [accessed: Dec 18, 2019].
Thorn RM, Austin JA, Greenman J, et al. In vitro comparison of antimicrobial activity of iodine and silver dressings against biofilms. J Wound Care 2009; 18: 343–346
Castellano JJ, Shafii SM, Ko F, et al. Comparative evaluation of silver-containing antimicrobial dressings and drugs. Int Wound J. 2007; 4: 114–122.
Rippon MG, Rogers AA, Sellars L, et al. Effectiveness of a non-medicated wound dressing on attached and biofilm encased bacteria: laboratory and clinical evidence. J Wound Care 2018; 27: 146–155.
Rashed A, Fülöp J, Caicut L, et al. The role of negative pressure wound therapy in the modern surgery. [A negatív nyomású sebkezelés helye a modern sebészetben.] Orv Hetil. 2022; 163: 271–278. [Hungarian]
Szentkereszty Zs, Pellek S, Tóth ZsCs. Negative pressure therapy: theoretical knowledge and practical application. Negative Pressure Therapy for Wound Healing Association, Biatorbágy, 2019.
Gergely L. (ed.) Medical mikrobiology. [Gergely L. (szerk.) Orvosi mikrobiológia.] Semmelweis Kiadó, Budapest, 1999. [Hungarian]
Ludwig E. (ed.) Infectology. [Ludwig E. (szerk.) Infektológia.] Medicina Könyvkiadó, Budapest, 2021. [Hungarian]
Webster J, Stankiewicz M, Scuffham P, et al. Negativ pressure wound therapy for skin grafts and surgical wounds healing by primary infection. Cochrane Database Syst Rev. 2014; 10: CD009261. Update: Cochrane Database Syst Rev. 2019; 3: CD009261.
Li Z, Yu Q, Wang S, et al. Impact of negative-pressure wound therapy on bacterial behaviour and bioburden in a contaminated full-thickness wound. Int Wound J. 2019; 16: 1214–1221.
Patmo AS, Krijnen P, Tuinebreijer WE, at al. The effect of vacuum-assisted closure on the bacterial load and type of bacteria: a systematic review. Adv Wound Care 2014; 3: 383–389.
National Institute for Health and Care Excellence. Surgical site infections: prevention and treatment. NICE, London, 2019. Available from: https://www.nice.org.uk/guidance/ng125/resources/surgical-site-infections-prevention-and-treatment-pdf-66141660564421 [accessed: Dec 18, 2019].
Szentmihályi K, Klébert S, Somogyi A. Diabetes and trace elements. [Diabetes és a nyomelemek.] Orv Hetil. 2022; 163: 1303–1310. [Hungarian]
Kong HH, Andersson B, Clavel T, et al. Performing skin microbiome research: a method to the madness. J Invest Dermatol. 2017; 137: 561–568.
Nakatsuji T, Chiang HI, Jiang SB, et al. The microbiome extends to subepidermal compartments of normal skin. Nat Commun. 2013; 4: 1431.
Travis J, Malone M, Hu H, et al. The microbiome of diabetic foot ulcers: a comparison of swab and tissue biopsy wound sampling techniques using 16S rRNA gene sequencing. BMC Microbiol. 2020; 20: 163.
Hong WX, Hu MS, Esquivel M, et al. The role of hypoxia-inducible factor in wound healing. Adv Wound Care 2012; 3: 390–399.
Pavlidis TE, Galatianos IN, Papaziogas BT, et al. Complete dehiscence of the abdominal wound and incriminating factors. Eur J Surg. 2001; 167: 351–354.
Agarwal V, Sachdev A, Singh R, et al. Autoimmune hemolytic anemia associated with benign ovarian cyst: a case report and review of literature. Indian J Med Sci. 2003; 57: 504–506.
He Z, Zhou K, Tang K, et al. Perioperative hypoalbuminemia is a risk factor for wound complications following posterior lumbar interbody fusion. J Orthop Surg Res. 2020; 15: 538.
Zhang F, Liu X, Tan Z, et al. Effect of postoperative hypoalbuminemia and supplement of human serum albumin on the development of surgical site infection following spinal fusion surgery: a retrospective study. Eur Spine J. 2020; 29: 1483–1489.
Fujii T, Tabe Y, Yajima R, et al. Relationship between C-reactive protein levels and wound infections in elective colorectal surgery: C-reactive protein as a predictor for incisional SSI. Hepatogastroenterology 2011; 58: 752–755.
Daeschlein G. Antimicrobial and antiseptic strategies in wound management. Int Wound J. 2013; 10(Suppl 1): 9–14.
Dowd SE, Sun Y, Secor PR, et al. Survey of bacterial diversity in chronic wounds using pyrosequencing, DGGE, and full ribosome shotgun sequencing. BMC Microbiol. 2008; 8: 43.
Gajdács M, Urbán E. Relevance of anaerobic bacteremia in adult patients: A never-ending story? Eur J Microbiol Immunol. 2020; 10: 64–75.
Gajdács M, Terhes G, Ábrók M, et al. The microbiology of diabetic foot infections: a single-center retrospective study and literature review. [A „diabeteses láb” infekciók mikrobiológiája egy egyetemi központban: retrospektív vizsgálat és irodalmi áttekintés.] Bőrgyógy Venerol Szle. 2021; 97: 11–20. [Hungarian]
Fayez MS, Hakim TA, Agwa MM, et al. Topically applied bacteriophage to control multi-drug resistant Klebsiella pneumoniae infected wound in a rat model. Antibiotics 2021; 10: 1048.
Hahn HM, Lee IJ, Woo KJ, et al. Silver-impregnated negative-pressure wound therapy for the treatment of lower-extremity open wounds: a prospective randomized clinical study. Adv Skin Wound Care 2019; 32: 370–377.