Bevezetés: A közelmúltban számos különböző daganatos megbetegedésben vizsgálták a tumorokat beszűrő immunsejtek funkcióit. A perifériás immunsejtek tumorpatogenezisben betöltött szerepének vizsgálatára azonban kevesebb kutatás irányult. Célkitűzés: Célunk annak vizsgálata volt, hogy előrehaladott stádiumú ovariumcarcinomás betegek esetén a tumor jelenléte, illetve annak eltávolítása befolyásolja-e a perifériás monocyták és neutrophil granulocyták fagocitafunkcióját. Módszer: Előrehaladott stádiumú serosus epithelialis ovariumcarcinomás betegek (n = 12) perifériás vérmintáit vizsgáltuk, amelyeket a tumorredukciós műtét előtt, valamint a 7. posztoperatív napon gyűjtöttük. A kontrollcsoportot 8 egészséges nő képezte. A monocyták és a neutrophil granulocyták vérmintákból való szeparálását követően a sejtekkel opszonizált, fluoreszcein–izotiocianáttal jelölt zimozán-A-partikulumokat fagocitáltattunk. A monocytákat indirekt immunfluoreszcenciás módszerrel azonosítottuk. A sejtek által bekebelezett részecskéket fluoreszcens mikroszkóp segítségével megszámoltuk, és kiszámítottuk a fagocitózisindexet. Statisztikai próbaként varianciaanalízist használtunk; a p<0,05 értéket tekintettük szignifikánsnak. Eredmények: A petefészekrákos betegek vérmintáiból izolált perifériás monocyták és granulocyták preoperatív fagocitózisindexei szignifikánsan alacsonyabbak voltak a kontrollcsoportból származó megfelelő sejtek értékeinél. A műtét utáni mintákból izolált monocyták és granulocyták fagocitafunkciója szignifikánsan emelkedett a preoperatív értékekhez képest, és mindkét sejttípusnál elérte az egészséges kontrolloktól származó sejtek fagocitózisindex-értékét. Következtetés: Eredményeink alapján arra következtethetünk, hogy ovariumcarcinoma esetén a daganat és/vagy mikrokörnyezete olyan faktorokat termel, melyek a neutrophil granulocyták és monocyták fagocitafunkcióját deprimálják. A citoreduktív műtétet követő fagocitózisindex-növekedés alapján feltételezhető, hogy a tumor eltávolítását követően e faktorok termelése csökken vagy megszűnik. Orv Hetil. 2018; 159(33): 1353–1359.
Coosemans A, Decoene J, Baert T, et al. Immunosuppressive parameters in serum of ovarian cancer patients change during the disease course. Oncoimmunology 2016; 5: e1111505.
Mayer C, Darb-Esfahani S, Meyer AS, et al. Neutrophil granulocytes in ovarian cancer – induction of epithelial-to-mesenchymal-transition and tumor cell migration. J Cancer 2016; 7: 546–554.
Matulonis UA, Sood AK, Fallowfield L, et al. Ovarian cancer. Nat Rev Dis Primers 2016; 2: 16061.
Schorge JO, McCann C, Del Carmen MG. Surgical debulking of ovarian cancer: what difference does it make? Rev Obstet Gynecol. 2010; 3: 111–117.
Webber K, Friedlander M. Chemotherapy for epithelial ovarian, fallopian tube and primary peritoneal cancer. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol. 2017; 41: 126–138.
Charbonneau B, Goode EL, Kalli KR, et al. The immune system in the pathogenesis of ovarian cancer. Crit Rev Immunol. 2013; 33: 137–164.
Long Roche KC, Abu-Rustum NR, Nourmoussavi M, et al. Risk-reducing salpingectomy: let us be opportunistic. Cancer 2017; 123: 1714–1720.
Macciò A, Madeddu C. Inflammation and ovarian cancer. Cytokine 2012; 58: 133–147.
Lim JJ, Grinstein S, Roth Z. Diversity and versatility of phagocytosis: roles in innate immunity, tissue remodeling, and homeostasis. Front Cell Infect Microbiol. 2017; 7: 191.
Nicolás-Ávila JÁ, Adrover JM, Hidalgo A. Neutrophils in homeostasis, immunity, and cancer. Immunity 2017; 46: 15–28.
Salavoura K, Kolialexi A, Tsangaris G, et al. Development of cancer in patients with primary immunodeficiencies. Anticancer Res. 2008; 28: 1263–1269.
Lança T, Silva-Santos B. The split nature of tumor-infiltrating leukocytes. Implications for cancer surveillance and immunotherapy. Oncoimmunology 2012; 1: 717–725.
Chen F, Hou M, Ye F, et al. Ovarian cancer cells induce peripheral mature dendritic cells to differentiate into macrophagelike cells in vitro. Int J Gynecol Cancer 2009; 19: 1487–1493.
Orfanelli T, Doulaveris G, Holcomb K, et al. Inhibition of autophagy in peripheral blood mononuclear cells by vaginal fluid from women with a malignant adnexal mass. Int J Cancer 2015; 137: 2879–2884.
Ethier JL, Desautels DN, Templeton AJ, et al. Is the neutrophil-to-lymphocyte ratio prognostic of survival outcomes in gynecologic cancers? A systematic review and meta-analysis. Gynecol Oncol. 2017; 145: 584–594.
Templeton AJ, McNamara MG, Šeruga B, et al. Prognostic role of neutrophil-to-lymphocyte ratio in solid tumors: a systematic review and meta-analysis. J Natl Cancer Inst. 2014; 106: dju124.
Zhu JY, Liu CC, Wang L, et al. Peripheral blood lymphocyte-to-monocyte ratio as a prognostic factor in advanced epithelial ovarian cancer: a multicenter retrospective study. J Cancer 2017; 8: 737–743.
Uribe-Querol E, Rosales C. Neutrophils in cancer: two sides of the same coin. J Immunol Res. 2015; 2015: 983698.
Bøyum A. Isolation of lymphocytes, granulocytes and macrophages. Scand J Immunol. 1976; 5(Suppl 5): 9–15.
Hed J, Hallden G, Johansson SG, et al. The use of fluorescence quenching in flow cytofluorometry to measure the attachment and ingestion phases in phagocytosis in peripheral blood without prior cell separation. J Immunol Methods 1987; 101: 119–125.
Vrsalovic M, Vrsalovic MM, Presecki AV, et al. Modulating role of alcohol and acetaldehyde on neutrophil and monocyte functions in vitro. J Cardiovasc Pharmacol 2007; 50: 462–465.
Busetto S, Trevisan E, Patriarca P, et al. A single-step, sensitive flow cytofluorometric assay for the simultaneous assessment of membrane-bound and ingested Candida albicans in phagocytosing neutrophils. Cytometry A 2004; 58: 201–206.
Arsenijević N, Baskić D, Popović S, et al. Preliminary study of mononuclear phagocytosis during breast cancer therapy. J BUON 2005; 10: 105–109.
Bowers TK, O’Flaherty J, Simmons RL, et al. Postsurgical granulocyte dysfunction: studies in healthy kidney donors. J Lab Clin Med. 1977; 90: 720–727.
Cullen BF, Hume RB, Chretien PB. Phagocytosis during general anesthesia in man. Anesth Analg. 1975; 54: 501–504.
van Dijk WC, Verbrugh HA, van Rijswijk RE, et al. Neutrophil function, serum opsonic activity, and delayed hypersensitivity in surgical patients. Surgery 1982; 92: 21–29.
El-Maallem H, Fletcher J. Effects of surgery on neutrophil granulocyte function. Infect Immun. 1981; 32: 38–41.
Khan FA, Kamal RS, Mithani CH, et al. Effect of general anaesthesia and surgery on neutrophil function. Anaesthesia 1995; 50: 769–775.
Laoui D, Van Overmeire E, Movahedi K, et al. Mononuclear phagocyte heterogeneity in cancer: different subsets and activation states reaching out at the tumor site. Immunbiology 2011; 216: 1192–1202.
Chen F, Zhuang X, Lin L, et al. New horizons in tumor microenvironment biology: challenges and opportunities. BMC Med. 2015; 13: 45.
Chimal-Ramírez GK, Espinoza-Sánchez NA, Fuentes-Pananá EM. Protumor activities of the immune response: insights in the mechanisms of immunological shift, oncotraining, and oncopromotion. J Oncol. 2013; 2013: 835956.
Lambeck AJ, Crijns AP, Leffers N, et al. Serum cytokine profiling as a diagnostic and prognostic tool in ovarian cancer: a potential role for interleukin 7. Clin Cancer Res. 2007; 13: 2385–2391.
Deme D, Telekes A. Prognostic importance of plasma C-reactive protein (CRP) in oncology. [A C-reaktív protein (CRP) plazmaszintjének prognosztikai jelentősége az onkológiában.] Orv Hetil. 2017; 158: 243–256. [Hungarian]
Grunewald T, Ledermann JA. Targeted therapies for ovarian cancer. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol. 2017; 41: 139–152.
Sütő G. The role of immune system in the control of cancer development and growth. [Hogyan ellenőrzi az immunrendszer a daganatok kialakulásának és növekedésének folyamatát?] Orv Hetil. 2016; 157(Suppl 2): 3–8. [Hungarian]